Mecanismos neuroepigenéticos en la enfermedad

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Epigenetics Chromatin. 2017; 10: 47.
Published online 2017 Oct 16. doi: 10.1186/s13072-017-0150-4
PMCID: PMC5644115
PMID: 29037228

https://epigeneticsandchromatin.biomedcentral.com/articles/10.1186/s13072-017-0150-4
https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5644115/
https://epigeneticsandchromatin.biomedcentral.com/track/pdf/10.1186/s13072-017-0150-4

Michael A. Christopher,#1,2 Stephanie M. Kyle,#1 and David J. Katz1
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Resumen

La epigenética permite la herencia de información en linajes celulares durante la diferenciación, independientemente de los cambios en la secuencia genética subyacente. Esto plantea la cuestión de si los mecanismos epigenéticos también funcionan en las neuronas postmitóticas. Durante la larga vida de la neurona, las fluctuaciones en la expresión génica permiten que la célula pase por etapas de diferenciación, module la actividad sináptica en respuesta a señales ambientales y fortifique la célula a través de vías neuroprotectoras relacionadas con la edad. La evidencia emergente sugiere que los mecanismos epigenéticos, como la metilación del ADN y la modificación de histonas, permiten estos cambios dinámicos en la expresión génica a lo largo de la vida de una neurona. En consecuencia, estudios recientes han revelado la importancia vital de los jugadores epigenéticos en el sistema nervioso central y durante la neurodegeneración. Aquí, proporcionamos una revisión de varios de estos hallazgos recientes, destacando funciones novedosas para la epigenética en los campos del síndrome de Rett, el síndrome de X frágil y la investigación de la enfermedad de Alzheimer. En conjunto, estos descubrimientos subrayan la importancia vital de la epigenética en los trastornos neurológicos humanos.

Introducción a la neuroepigenética

Los avances en la biología molecular y la genómica han permitido a los investigadores descubrir roles para la regulación epigenética en una diversidad de procesos biológicos previamente inexplicables por la genética clásica. Estos mecanismos epigenéticos se manifiestan como una variedad de modificaciones y estados de la cromatina, que alteran la función génica de manera transitoria o persistente y actúan como un vector para el paso de la información. Por ejemplo, se ha prestado mucha atención a las contribuciones de las aberraciones epigenéticas durante la oncogénesis. De hecho, los cambios epigenéticos han sido designados como uno de los distintivos del cáncer [1–3]. Los fenotipos oncogénicos pueden surgir cuando un insulto o una mutación en una vía epigenética crea información epigenética hereditaria que se pasa a través de la mitosis. Sin embargo, las neuronas maduras ya no sufren mitosis y, por lo tanto, no tienen la obligación de pasar información a las células hijas. Esto hace que el sistema nervioso desarrollado sea un sistema interesante para estudiar la regulación epigenética. ¿Qué regulación epigenética se requiere en las neuronas postmitóticas y cómo se establece y mantiene? ¿Hay consecuencias por la mala regulación de estos procesos que se manifiestan en las enfermedades humanas? Si es así, será importante determinar la contribución de los mecanismos epigenéticos a enfermedades complejas como los trastornos del espectro autista (TEA) y los trastornos neurodegenerativos, donde la identificación de una etiología puramente genética ha sido difícil de alcanzar. En la primera parte de esta revisión, presentamos nuestra comprensión actual de las modificaciones epigenéticas, con un énfasis en lo que se sabe sobre ellas en las neuronas postmitóticas. En la segunda parte de esta revisión, destacamos cómo la interrupción de estos procesos puede contribuir a tres ejemplos específicos de enfermedades neurológicas. Es importante destacar que esta revisión no pretende ser un resumen completo de todo lo que se sabe sobre neuroepigenéticos (para obtener más información sobre neuroepigenéticos, consulte [4–6]. Más bien, esperamos que sirva como punto de entrada para investigadores de varios campos para comenzar a considerar cómo las neuronas postmitóticas pueden tener requisitos epigenéticos únicos, y cómo los mecanismos epigenéticos pueden contribuir a la enfermedad neurológica.

Modificaciones epigenéticas y sus reguladores. Metilación del ADN

Modificaciones de histonas

Los estudios han demostrado que las modificaciones de las histonas y la remodelación de la cromatina son necesarias para facilitar tareas complejas y dinámicas, como la plasticidad sináptica, el aprendizaje y la formación de la memoria a largo plazo. La manipulación genética o farmacológica de la acetilación y desacetilación de histonas da como resultado una gran cantidad de problemas de aprendizaje y memoria. Específicamente, la eliminación embrionaria de HDAC2 produce una potenciación a largo plazo mejorada (LTP) y condicionamiento del miedo, mientras que la sobreexpresión deteriora la condición de miedo y el aprendizaje espacial [75]. La eliminación de HDAC2 postnatalmente en las neuronas glutamatérgicas recapituló de manera similar estos hallazgos [76]. Sin embargo, los ratones con una eliminación de HDAC1 no tienen fenotipos evidentes, lo que sugiere que HDAC2 se desacetila en una memoria y capacidad específica de aprendizaje [75]. Alternativamente, la eliminación de HDAC4 en el cerebro da como resultado un deterioro del aprendizaje y la memoria dependientes del hipocampo y la formación de la memoria a largo plazo [77]. Además, la haploinsuficiencia de HDAC4 causa el síndrome de retraso mental de braquidactilia, un trastorno caracterizado por graves déficits de memoria y aprendizaje [78]. Estos estudios y hallazgos sugieren que diferentes HDAC actúan como reguladores positivos y negativos cruciales del aprendizaje y la memoria. Como tal, el uso de inhibidores farmacológicos no específicos de HDAC debe abordarse con cautela.

ARNs que regulan la cromatina

Además de las modificaciones de las histonas y la metilación del ADN, existe una capa adicional de regulación epigenética a nivel de establecimiento y regulación mediados por el ARN de los estados de la cromatina. La primera evidencia de la modificación de la cromatina influenciada por el ARN en ratones fue la del transcrito X-inactivo específico (Xist) de ARN no codificante largo [79, 80]. En los mamíferos placentarios, las células XX femeninas expresan el transcrito Xist del cromosoma X inactivo, lo que lleva a múltiples copias del transcrito que reviste el cromosoma en cis [81].

….

En conjunto, muchas facetas diferentes de la regulación epigenética influyen dinámicamente en el estado de la cromatina, ajustando los programas transcripcionales que establecen diferentes destinos celulares (Fig. 1). Durante el desarrollo neuronal y en las neuronas maduras, está cada vez más claro que los defectos en estos mecanismos epigenéticos subyacen a la enfermedad neural.

REST en enfermedades neurodegenerativas

La enfermedad de Alzheimer (EA) es la forma más común de demencia en todo el mundo, ya que representa alrededor del 60% al 70% de los casos [116]. Los pacientes presentan pérdida de memoria, desorientación, defectos del lenguaje y cambios de comportamiento y requieren años de atención después del deterioro cognitivo. La AD se caracteriza por una reducción global de la masa cerebral durante el curso de la enfermedad, principalmente debido a la pérdida de conectividad sináptica y los procesos neuronales. Además, existe una pérdida neuronal que comienza en las neuronas excitadoras de la corteza entorrinal y se desplaza a las regiones del giro dentado, CA3 y CA1 del hipocampo, y finalmente se generaliza en muchos casos. La pérdida de conectividad sináptica tiene una mayor correlación con el deterioro cognitivo que la pérdida neuronal, lo que sugiere que puede desempeñar un papel más importante en la progresión de la EA [117]. Además, se ha observado actividad impropia de la red neural, hiperactividad del hipocampo y volumen reducido del hipocampo [118, 119]. En conjunto, la combinación de pérdida neuronal, hiperactividad neuronal y pérdida sináptica conduce a una disfunción cognitiva, lo que resulta en el fenotipo demencia.

A pesar de nuestra comprensión de qué moléculas se agregan y cómo se producen, todavía hay una brecha en la comprensión de cómo estos agregados causan la muerte de las células neuronales. Se han sugerido numerosos modelos para la conexión entre agregados de proteínas y muerte celular neuronal, que incluyen la neuroinflamación mediada por microglia y la cascada del complemento [141, 142], la reactivación del ciclo celular y la replicación del ADN [143], la inestabilidad de los poros nucleares [144] y la pérdida de mitocondrias acopladas a la generación de especies reactivas de oxígeno [145]. Además, ha habido varios intentos de identificar otros agentes utilizando enfoques genéticos. Un tal gen con asociaciones a la AD es ApoE. ApoE es una apolipoproteína con tres isoformas alélicas principales: ε2, ε3 y ε4. Las isoformas surgen de sustituciones de aminoácidos simples. Los individuos homocigotos para el alelo ApoE4 tienen más del 90% de probabilidades de desarrollar AD de inicio tardío [146]. Esta alta incidencia de AD en individuos con la mutación sugiere fuertemente que la proteína ApoE tiene un papel en el desarrollo de la enfermedad; sin embargo, aún no se ha definido un papel claro. A pesar de estos vínculos genéticos claros con la AD, las asociaciones genéticas identificadas representan solo una pequeña fracción de la susceptibilidad a la AD, lo que sugiere que otros factores también contribuyen al desarrollo de la AD [147].

Recientemente se demostró que el factor de transcripción silenciador RE1 (REST) ​​es neuroprotector y está asociado aberrantemente con agregados de proteínas durante el curso de enfermedades neurodegenerativas. Por lo tanto, REST podría ser parte de la pieza faltante en el rompecabezas de AD [148]. REST, también conocido como factor de silenciamiento neural restrictivo (NRSF, por sus siglas en inglés), es un factor de transcripción represivo que se une a la secuencia del motivo de reconocimiento RE-1 canónico y con la ayuda de un conjunto de corepressors silencia la transcripción de genes neuronales en linajes no neuronales [149 , 150]. Este silenciamiento se logra mediante el reclutamiento de HDAC y metiltransferasas de histonas represivas, como G9a la metiltransferasa H3K9 [151]. Otros corepresores que se han asociado a REST incluyen CoREST, LSD1, MeCP2 y la proteína de unión C-terminal (CtBP) [152, 153]. A pesar de su estatus como regulador maestro negativo del destino de las células neuronales, la REST se expresa en niveles bajos en las neuronas diferenciadas, lo que sugiere que aún puede desempeñar un papel en las neuronas adultas.

El papel de REST en adultos es en gran parte inexplorado. Sin embargo, Yankner y sus colegas demostraron recientemente que la expresión REST se reactiva en neuronas humanas de envejecimiento saludable y gana propiedades neuroprotectoras al unirse y reprimir los genes apoptóticos [148]. En ratones, los autores mostraron que la deficiencia de REST causa una ligera neurodegeneración relacionada con la edad. Además, se encontró que los mutantes en spr-4, C. elegans orthologue del mamífero REST, son más susceptibles al estrés oxidativo y la toxicidad de Aβ, lo que demuestra aún más las cualidades neuroprotectoras conservadas de REST. Yankner y sus colegas también proporcionaron pruebas de que la proteína REST puede ser secuestrada de los núcleos neuronales en autofagosomas junto con agregados de proteínas que se desarrollan durante el curso de la enfermedad en cerebros humanos derivados de la enfermedad de Alzheimer, demencia frontotemporal (DPT) y demencia corporal de Lewy (LBD) casos. Cuando la proteína REST está ausente del núcleo, hay un aumento en los niveles globales de acetilación H3K9, lo que sugiere que se produce una desrepresión epigenética en ausencia de REST. El grado de secuestro fuera del núcleo se correlaciona con la gravedad del deterioro cognitivo del paciente. Estos hallazgos sugieren que los agregados patológicos de la proteína Aβ pueden causar una mala localización de la REST, lo que lleva a la pérdida de sus propiedades neuroprotectoras y la regulación epigenética normal. En ausencia de la proteína REST, los objetivos de REST pro-apoptóticos podrían expresarse de manera inapropiada y conducir a la muerte celular neuronal mediante la activación de las vías de apoptosis. Presumiblemente, en ausencia de REST nuclear, otros corepresores dependientes de REST para la orientación a loci específicos también pueden ser mal orientados, lo que resulta en una expresión incorrecta adicional. Esta cascada de regulación transcripcional aberrante puede explicar la gran cantidad de loci que se vuelven desregulados en los mutantes REST.

LSD1 es un borrador epigenético y un regulador de la transición del destino celular.

Juntas, estas observaciones sugieren que el LSD1 funciona en la reprogramación de la información epigenética entre generaciones, probablemente mediante la desmetilación de las histonas en el cigoto temprano y previene el paso de la información del destino de las células epigenéticas de una generación a la siguiente.

LSD1 promueve la diferenciación neural

LSD1 es indispensable para la salud neuronal. a La pérdida de la isoforma LSD1 (LSD1n) neuronal específica reduce la longitud, la ramificación y el ancho de la neurita. Las neuronas nulas específicas de LSD1n también son hipoexcitables, y los ratones tienen una susceptibilidad disminuida a las convulsiones. Alternativamente, la pérdida de la transcripción completa de LSD1 en ratones adultos causa neurodegeneración severa y rápida, como lo demuestra la pérdida de neuritas y la pirnosis de los núcleos afectados. La muerte celular ocurre principalmente en el hipocampo y la corteza. Los ratones mutantes LSD1 desarrollan deficiencias de aprendizaje y memoria y mueren dentro de las 8 semanas posteriores a la eliminación. b Surge un modelo de LSD1 en la enfermedad de Alzheimer. A medida que se forman enredos Tau hiperfosforilados patológicos en neuronas enfermas o envejecidas, la proteína LSD1 se encuentra secuestrada en el citoplasma, lo que inhibe su función como desmetilasa de histonas. En ausencia de LSD1 nuclear, la cascada del complemento, la respuesta inflamatoria microglial y las vías del tallo asociadas a la pluripotencia se regulan al alza, mientras que los genes asociados con el transporte de iones y la fosforilación oxidativa (OXPHOS) se regulan a la baja. Aunque actualmente no está claro qué vías son directamente perjudiciales para la salud celular y cuáles se perturban como efectos secundarios, estas aberraciones hacen que las neuronas mueran, lo que lleva a la demencia en los pacientes.

La deposición materna de LSD1 en el ovocito en desarrollo agrega otra capa de complejidad al papel de LSD1 en el desarrollo neuronal. La pérdida parcial de LSD1 con carga materna causa un fenotipo hipomórfico en el embrión resultante. Los pocos animales que sobreviven a la ausencia de defectos de desarrollo maternos muestran anomalías de comportamiento que recuerdan a los fenotipos de tipo autista [162].

Estos hallazgos para un papel de la LSD1 en el desarrollo neurológico se ven reforzados por el reciente descubrimiento de tres pacientes humanos con mutaciones en el gen Lsd1 que muestran retraso del desarrollo neurológico y discapacidad intelectual [180].

Se requiere LSD1 para la supervivencia neuronal del adulto

Parece que la LSD1 contribuye a mantener activamente el estado diferenciado de las neuronas al prevenir la expresión inapropiada de genes asociados con otros destinos celulares. Notablemente, estos datos sugieren que las neuronas no están “bloqueadas” en su destino celular. En su lugar, deben emplear continuamente mecanismos epigenéticos para mantener activamente su destino celular diferenciado.
Antes de nuestro estudio, el LSD1 nunca había estado implicado en enfermedades neurodegenerativas. Sin embargo, observamos una correlación específica entre los perfiles transcripcionales del hipocampo CAGG Lsd1 y los observados en la enfermedad de Alzheimer de aparición tardía (LOAD) y la demencia frontotemporal (FTD) [142, 182]. Específicamente, sin la LSD1 en las neuronas del hipocampo, existe una regulación al alza de la vía de la cascada del complemento, así como la microglia y la red transcripcional inmune. Además, los genes implicados en la neurotransmisión y la fosforilación oxidativa están regulados a la baja. Estas vías se perturban de manera similar en los pacientes con CARGA y FTD. Más allá de las vías de neurodegeneración individuales, los cambios transcripcionales en el hipocampo CAGG Lsd1 se correlacionan altamente con los cambios transcripcionales en la corteza prefrontal de pacientes con AD y FTD en todo el genoma.

En la actualidad, nuestra comprensión de la epigenética en la neurodegeneración se está expandiendo rápidamente. Como se mencionó anteriormente, el papel de la REST en el envejecimiento del cerebro ilumina otra vía, además de la LSD1, mediante la cual la modificación epigenética mantiene la salud neuronal. REST puede interactuar con el complejo CoREST, que contiene LSD1, por lo que es posible que LSD1 y REST funcionen juntos. Sin embargo, a pesar de las similitudes en el mecanismo patológico, creemos que las aberraciones en las rutas de REST y LSD1 ocurren de manera independiente y operan por separado en el cerebro que envejece. Por ejemplo, en AD, REST se asocia con Aβ en autofagosomas, mientras que el LSD1 se localiza en NFT de Tau hiperfosforilado. Además, el fenotipo de neurodegeneración REST reportado en ratones es mucho menos grave de lo que observamos en nuestros mutantes LSD1, lo que sugiere como mínimo que sus funciones no se superponen completamente.

Muchas otras modificaciones epigenéticas se han implicado en la EA y otras tauopatías. Por ejemplo, el promotor de la APP está hipometilado en la AD, aunque el estado general de metilación del genoma de la AD se debate [183, 184]. También se han reportado defectos en el silenciamiento epigenético en presencia de pTau. Específicamente, la sobreexpresión de Tau humana mutante, asociada con casos familiares de FTD, da como resultado la pérdida de heterocromatina en Drosophila y ratón. Además, las neuronas que contienen NFT muestran una pérdida significativa de heterocromatina en casos de AD y FTD humanos [185]. Esto sugiere que los factores epigenéticos que promueven la formación de heterocromatina podrían verse afectados por la presencia de NFT. Actualmente, no se comprende bien si estos hallazgos indican la causa o el efecto del estado de la enfermedad. Desenredar los dos es particularmente difícil, ya que las modificaciones epigenéticas regulan una serie de redes de genes posteriores. Sin embargo, la manipulación de vías epigenéticas en modelos neurodegenerativos comenzará a informar sobre estas posibilidades e iluminará nuevas dianas terapéuticas.

Conclusiones

Aunque originalmente se pensaba que eran relativamente estables, las modificaciones epigenéticas son capaces de un cambio dinámico, proporcionando el medio perfecto por el cual una neurona postmitótica puede responder a los cambios. Por ejemplo, las alteraciones en la metilación del ADN a lo largo de la vida de una neurona pueden reforzar la plasticidad o afinar una respuesta a una cascada de señalización. Como resultado, el panorama de metilación del ADN se ha convertido rápidamente en un jugador importante en la regulación de la expresión génica neuronal. Sin embargo, como se ilustra anteriormente, las desviaciones en la metilación del ADN pueden obstaculizar gravemente la salud neuronal. Sin el mantenimiento de las proteínas DNMT, la metilación del ADN se puede perder por completo en algunos promotores de genes, lo que altera la transcripción del locus. Alternativamente, la mutación en MeCP2, el lector de la metilación del ADN, puede cambiar el perfil transcripcional de la neurona, dificultando gravemente su plasticidad y vitalidad. Además, los cambios en la metilación del ADN en el locus FMR1 pueden ser la base de la etiología del FXS, ya que el transcrito de FMR1 actúa en cis para alterar el perfil de modificación de histonas y aumentar la metilación de CpG en su propio locus.

Como lo demuestra la acción tanto de REST como de LSD1, las modificaciones de las histonas también pueden tener un efecto profundo en la regulación de los genes en las neuronas postmitóticas. La pérdida de cualquiera de estos factores epigenéticos es perjudicial para la salud de las neuronas adultas e induce una cascada de cambios transcripcionales. Además, la eliminación de la LSD1 de las neuronas postmitóticas hace que las células experimenten una degeneración y muerte rápidas de las neuritas. Curiosamente, antes de que se degeneren, las neuronas eliminadas por LSD1 reactivan varios factores críticos de las células madre, lo que sugiere que las células experimentan potencialmente una reversión en la identidad celular. Teniendo en cuenta estos hallazgos combinados, surge la complejidad de la neuroepigenética: algunas modificaciones epigenéticas deben preservarse activamente para mantener la identidad a lo largo de la larga vida de la neurona. Sin embargo, otras modificaciones deben ser capaces de cambios dinámicos para permitir la rápida respuesta de la neurona a su entorno. Basado en la función en curso de estos mecanismos neuroepigenéticos en las neuronas postmitóticas, es tentador especular que la toxicidad oxidativa, los agregados de proteínas y / o los factores ambientales podrían dificultar la capacidad de los jugadores epigenéticos “normales” genéticamente para realizar sus tareas, comprometiendo una Huésped de las vías posteriores necesarias para la salud de las células neuronales.

Pensamientos finales

Dado que las neuronas son postmitóticas, no estaba necesariamente claro que necesitarían mecanismos epigenéticos que regulen la transcripción de genes. Sin embargo, hemos destacado algunos ejemplos emergentes de cómo los mecanismos epigenéticos pueden estar funcionando en la enfermedad neurológica. Estos ejemplos demuestran claramente la necesidad de una regulación epigenética en el sistema nervioso, pero como hasta ahora hay relativamente pocos ejemplos, aún no han surgido mecanismos unificadores. Sin embargo, hemos discutido casos en los que la función de las enzimas modificadoras epigenéticas puede ser diferente en las neuronas postmitóticas que en las células en división. Además, hemos resaltado un ejemplo de cómo una enzima epigenética que normalmente funciona durante las transiciones del destino celular puede estar funcionando para mantener el estado diferenciado terminal de las neuronas postmitóticas. Estos ejemplos ilustran la necesidad de pensar los mecanismos epigenéticos en las células postmitóticas de manera diferente. Quizás al hacerlo, nos permitirá descubrir ejemplos adicionales de cómo los mecanismos epigenéticos alterados pueden contribuir a la enfermedad neurológica.

Referencias

  1. Hanahan D, Weinberg RA. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 2011;144(5):646–674. [PubMed] [Google Scholar]
  2. Feinberg AP, Vogelstein B. Hypomethylation distinguishes genes of some human cancers from their normal counterparts. Nature. 1983;301:89–92. [PubMed] [Google Scholar]
  3. Feinberg AP, Tycko B. The history of cancer epigenetics. Nat Rev Cancer. 2004;4(2):143–153. [PubMed] [Google Scholar]
  4. Hwang JY, Aromolaran KA, Zukin RS. The emerging field of epigenetics in neurodegeneration and neuroprotection. Nat Rev Neurosci. 2017;18(6):347–361. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  5. Sweatt JD. The emerging field of neuroepigenetics. Neuron. 2013;80(3):624–632. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  6. Yao B, Christian KM, He C, Jin P, Ming GL, Song H. Epigenetic mechanisms in neurogenesis. Nat Rev Neurosci. 2016;17(9):537–549. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  7. Cooper DN, Taggart MH, Bird AP. Unmethylated domains in vertebrate DNA. Nucleic Acids Res. 1983;11(3):647–658. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  8. Bird AP. CpG-rich islands and the function of DNA methylation. Nature. 1986;321(6067):209–213. [PubMed] [Google Scholar]
  9. Coulondre C, Miller JH, Farabaugh PJ, Gilbert W. Molecular basis of base substitution hotspots in Escherichia coli. Nature. 1978;274(5673):775–780. [PubMed] [Google Scholar]
  10. Watt F, Molloy PL. Cytosine methylation prevents binding to DNA of a HeLa cell transcription factor required for optimal expression of the adenovirus major late promoter. Genes Dev. 1988;2(9):1136–1143. [PubMed] [Google Scholar]
  11. Ben-Hattar J, Jiricny J. Methylation of single CpG dinucleotides within a promoter element of the Herpes simplex virus tk gene reduces its transcription in vivo. Gene. 1988;65(2):219–227. [PubMed] [Google Scholar]
  12. Iguchi-Ariga SM, Schaffner W. CpG methylation of the cAMP-responsive enhancer/promoter sequence TGACGTCA abolishes specific factor binding as well as transcriptional activation. Genes Dev. 1989;3(5):612–619. [PubMed] [Google Scholar]
  13. Ball MP, Li JB, Gao Y, Lee JH, LeProust EM, Park IH, et al. Targeted and genome-scale strategies reveal gene-body methylation signatures in human cells. Nat Biotechnol. 2009;27(4):361–368. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  14. Lister R, Pelizzola M, Dowen RH, Hawkins RD, Hon G, Tonti-Filippini J, et al. Human DNA methylomes at base resolution show widespread epigenomic differences. Nature. 2009;462(7271):315–322. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  15. Guo JU, Ma DK, Mo H, Ball MP, Jang MH, Bonaguidi MA, et al. Neuronal activity modifies the DNA methylation landscape in the adult brain. Nat Neurosci. 2011;14(10):1345–1351. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  16. Lister R, Mukamel EA, Nery JR, Urich M, Puddifoot CA, Johnson ND, et al. Global epigenomic reconfiguration during mammalian brain development. Science. 2013;341(6146):1237905. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  17. Okano M, Bell DW, Haber DA, Li E. DNA methyltransferases Dnmt3a and Dnmt3b are essential for de novo methylation and mammalian development. Cell. 1999;99(3):247–257. [PubMed] [Google Scholar]
  18. Leonhardt H, Page AW, Weier HU, Bestor TH. A targeting sequence directs DNA methyltransferase to sites of DNA replication in mammalian nuclei. Cell. 1992;71(5):865–873. [PubMed] [Google Scholar]
  19. Kaas GA, Zhong C, Eason DE, Ross DL, Vachhani RV, Ming GL, et al. TET1 controls CNS 5-methylcytosine hydroxylation, active DNA demethylation, gene transcription, and memory formation. Neuron. 2013;79(6):1086–1093. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  20. Roth ED, Roth TL, Money KM, SenGupta S, Eason DE, Sweatt JD. DNA methylation regulates neurophysiological spatial representation in memory formation. Neuroepigenetics. 2015;2:1–8. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  21. Martinowich K, Hattori D, Wu H, Fouse S, He F, Hu Y, et al. DNA methylation-related chromatin remodeling in activity-dependent BDNF gene regulation. Science. 2003;302(5646):890–893. [PubMed] [Google Scholar]
  22. Ma DK, Jang MH, Guo JU, Kitabatake Y, Chang ML, Pow-Anpongkul N, et al. Neuronal activity-induced Gadd45b promotes epigenetic DNA demethylation and adult neurogenesis. Science. 2009;323(5917):1074–1077. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  23. Levenson JM, Roth TL, Lubin FD, Miller CA, Huang IC, Desai P, et al. Evidence that DNA (cytosine-5) methyltransferase regulates synaptic plasticity in the hippocampus. J Biol Chem. 2006;281(23):15763–15773. [PubMed] [Google Scholar]
  24. Miller CA, Gavin CF, White JA, Parrish RR, Honasoge A, Yancey CR, et al. Cortical DNA methylation maintains remote memory. Nat Neurosci. 2010;13(6):664–666. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  25. Feng J, Zhou Y, Campbell SL, Le T, Li E, Sweatt JD, et al. Dnmt1 and Dnmt3a maintain DNA methylation and regulate synaptic function in adult forebrain neurons. Nat Neurosci. 2010;13(4):423–430. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  26. Tahiliani M, Koh KP, Shen Y, Pastor WA, Bandukwala H, Brudno Y, et al. Conversion of 5-methylcytosine to 5-hydroxymethylcytosine in mammalian DNA by MLL partner TET1. Science. 2009;324(5929):930–935. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  27. Ito S, Shen L, Dai Q, Wu SC, Collins LB, Swenberg JA, et al. Tet proteins can convert 5-methylcytosine to 5-formylcytosine and 5-carboxylcytosine. Science. 2011;333(6047):1300–1303. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  28. Guo JU, Su Y, Zhong C, Ming GL, Song H. Hydroxylation of 5-methylcytosine by TET1 promotes active DNA demethylation in the adult brain. Cell. 2011;145(3):423–434. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  29. Kriaucionis S, Heintz N. The nuclear DNA base 5-hydroxymethylcytosine is present in Purkinje neurons and the brain. Science. 2009;324(5929):929–930. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  30. Munzel M, Globisch D, Bruckl T, Wagner M, Welzmiller V, Michalakis S, et al. Quantification of the sixth DNA base hydroxymethylcytosine in the brain. Angew Chem Int Ed Engl. 2010;49(31):5375–5377. [PubMed] [Google Scholar]
  31. Szulwach KE, Li X, Li Y, Song CX, Wu H, Dai Q, et al. 5-hmC-mediated epigenetic dynamics during postnatal neurodevelopment and aging. Nat Neurosci. 2011;14(12):1607–1616. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  32. Mellen M, Ayata P, Dewell S, Kriaucionis S, Heintz N. MeCP2 binds to 5hmC enriched within active genes and accessible chromatin in the nervous system. Cell. 2012;151(7):1417–1430. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  33. Rudenko A, Dawlaty MM, Seo J, Cheng AW, Meng J, Le T, et al. Tet1 is critical for neuronal activity-regulated gene expression and memory extinction. Neuron. 2013;79(6):1109–1122. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  34. Yu H, Su Y, Shin J, Zhong C, Guo JU, Weng YL, et al. Tet3 regulates synaptic transmission and homeostatic plasticity via DNA oxidation and repair. Nat Neurosci. 2015;18(6):836–843. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  35. Shen L, Wu H, Diep D, Yamaguchi S, D’Alessio AC, Fung HL, et al. Genome-wide analysis reveals TET- and TDG-dependent 5-methylcytosine oxidation dynamics. Cell. 2013;153(3):692–706. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  36. He YF, Li BZ, Li Z, Liu P, Wang Y, Tang Q, et al. Tet-mediated formation of 5-carboxylcytosine and its excision by TDG in mammalian DNA. Science. 2011;333(6047):1303–1307. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  37. Kellinger MW, Song CX, Chong J, Lu XY, He C, Wang D. 5-formylcytosine and 5-carboxylcytosine reduce the rate and substrate specificity of RNA polymerase II transcription. Nat Struct Mol Biol. 2012;19(8):831–833. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  38. Xie W, Barr CL, Kim A, Yue F, Lee AY, Eubanks J, et al. Base-resolution analyses of sequence and parent-of-origin dependent DNA methylation in the mouse genome. Cell. 2012;148(4):816–831. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  39. Guo JU, Su Y, Shin JH, Shin J, Li H, Xie B, et al. Distribution, recognition and regulation of non-CpG methylation in the adult mammalian brain. Nat Neurosci. 2014;17(2):215–222. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  40. Lister R, Ecker JR. Finding the fifth base: genome-wide sequencing of cytosine methylation. Genome Res. 2009;19(6):959–966. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  41. Mo A, Mukamel EA, Davis FP, Luo C, Henry GL, Picard S, et al. Epigenomic signatures of neuronal diversity in the mammalian brain. Neuron. 2015;86(6):1369–1384. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  42. Deal RB, Henikoff S. A simple method for gene expression and chromatin profiling of individual cell types within a tissue. Dev Cell. 2010;18(6):1030–1040. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  43. Worcel A, Han S, Wong ML. Assembly of newly replicated chromatin. Cell. 1978;15(3):969–977. [PubMed] [Google Scholar]
  44. Smith S, Stillman B. Stepwise assembly of chromatin during DNA replication in vitro. EMBO J. 1991;10(4):971–980. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  45. Whitlock JP, Jr, Simpson RT. Localization of the sites along nucleosome DNA which interact with NH2-terminal histone regions. J Biol Chem. 1977;252(18):6516–6520. [PubMed] [Google Scholar]
  46. Ausio J, Dong F, van Holde KE. Use of selectively trypsinized nucleosome core particles to analyze the role of the histone “tails” in the stabilization of the nucleosome. J Mol Biol. 1989;206(3):451–463. [PubMed] [Google Scholar]
  47. Brownell JE, Allis CD. An activity gel assay detects a single, catalytically active histone acetyltransferase subunit in Tetrahymena macronuclei. Proc Natl Acad Sci USA. 1995;92(14):6364–6368. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  48. Brownell JE, Zhou J, Ranalli T, Kobayashi R, Edmondson DG, Roth SY, et al. Tetrahymena histone acetyltransferase A: a homolog to yeast Gcn5p linking histone acetylation to gene activation. Cell. 1996;84(6):843–851. [PubMed] [Google Scholar]
  49. Rea S, Eisenhaber F, O’Carroll D, Strahl BD, Sun ZW, Schmid M, et al. Regulation of chromatin structure by site-specific histone H3 methyltransferases. Nature. 2000;406(6796):593–599. [PubMed] [Google Scholar]
  50. Taunton J, Hassig CA, Schreiber SL. A mammalian histone deacetylase related to the yeast transcriptional regulator Rpd3p. Science. 1996;272(5260):408–411. [PubMed] [Google Scholar]
  51. Shi Y, Lan F, Matson C, Mulligan P, Whetstine JR, Cole PA, et al. Histone demethylation mediated by the nuclear amine oxidase homolog LSD1. Cell. 2004;119(7):941–953. [PubMed] [Google Scholar]
  52. Cote J, Quinn J, Workman JL, Peterson CL. Stimulation of GAL4 derivative binding to nucleosomal DNA by the yeast SWI/SNF complex. Science. 1994;265(5168):53–60. [PubMed] [Google Scholar]
  53. Imbalzano AN, Kwon H, Green MR, Kingston RE. Facilitated binding of TATA-binding protein to nucleosomal DNA. Nature. 1994;370(6489):481–485. [PubMed] [Google Scholar]
  54. Kwon H, Imbalzano AN, Khavari PA, Kingston RE, Green MR. Nucleosome disruption and enhancement of activator binding by a human SW1/SNF complex. Nature. 1994;370(6489):477–481. [PubMed] [Google Scholar]
  55. Jenuwein T, Allis CD. Translating the histone code. Science. 2001;293(5532):1074–1080. [PubMed] [Google Scholar]
  56. Kouzarides T. Chromatin modifications and their function. Cell. 2007;128(4):693–705. [PubMed] [Google Scholar]
  57. Bannister AJ, Kouzarides T. Regulation of chromatin by histone modifications. Cell Res. 2011;21(3):381–395. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  58. Mahadevan LC, Willis AC, Barratt MJ. Rapid histone H3 phosphorylation in response to growth factors, phorbol esters, okadaic acid, and protein synthesis inhibitors. Cell. 1991;65(5):775–783. [PubMed] [Google Scholar]
  59. Lee JH, Skalnik DG. CpG-binding protein (CXXC finger protein 1) is a component of the mammalian Set1 histone H3-Lys4 methyltransferase complex, the analogue of the yeast Set1/COMPASS complex. J Biol Chem. 2005;280(50):41725–41731. [PubMed] [Google Scholar]
  60. Dou Y, Milne TA, Tackett AJ, Smith ER, Fukuda A, Wysocka J, et al. Physical association and coordinate function of the H3 K4 methyltransferase MLL1 and the H4 K16 acetyltransferase MOF. Cell. 2005;121(6):873–885. [PubMed] [Google Scholar]
  61. Hughes CM, Rozenblatt-Rosen O, Milne TA, Copeland TD, Levine SS, Lee JC, et al. Menin associates with a trithorax family histone methyltransferase complex and with the hoxc8 locus. Mol Cell. 2004;13(4):587–597. [PubMed] [Google Scholar]
  62. Nakamura T, Mori T, Tada S, Krajewski W, Rozovskaia T, Wassell R, et al. ALL-1 is a histone methyltransferase that assembles a supercomplex of proteins involved in transcriptional regulation. Mol Cell. 2002;10(5):1119–1128. [PubMed] [Google Scholar]
  63. Greer EL, Shi Y. Histone methylation: a dynamic mark in health, disease and inheritance. Nat Rev Genet. 2012;13(5):343–357. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  64. Seward DJ, Cubberley G, Kim S, Schonewald M, Zhang L, Tripet B, et al. Demethylation of trimethylated histone H3 Lys4 in vivo by JARID1 JmjC proteins. Nat Struct Mol Biol. 2007;14(3):240–242. [PubMed] [Google Scholar]
  65. Xiang Y, Zhu Z, Han G, Ye X, Xu B, Peng Z, et al. JARID1B is a histone H3 lysine 4 demethylase up-regulated in prostate cancer. Proc Natl Acad Sci USA. 2007;104(49):19226–19231. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  66. Tachibana M, Sugimoto K, Nozaki M, Ueda J, Ohta T, Ohki M, et al. G9a histone methyltransferase plays a dominant role in euchromatic histone H3 lysine 9 methylation and is essential for early embryogenesis. Genes Dev. 2002;16(14):1779–1791. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  67. Schultz DC, Ayyanathan K, Negorev D, Maul GG, Rauscher FJ., 3rd SETDB1: a novel KAP-1-associated histone H3, lysine 9-specific methyltransferase that contributes to HP1-mediated silencing of euchromatic genes by KRAB zinc-finger proteins. Genes Dev. 2002;16(8):919–932. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  68. Nady N, Lemak A, Walker JR, Avvakumov GV, Kareta MS, Achour M, et al. Recognition of multivalent histone states associated with heterochromatin by UHRF1 protein. J Biol Chem. 2011;286(27):24300–24311. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  69. Rothbart SB, Dickson BM, Ong MS, Krajewski K, Houliston S, Kireev DB, et al. Multivalent histone engagement by the linked tandem Tudor and PHD domains of UHRF1 is required for the epigenetic inheritance of DNA methylation. Genes Dev. 2013;27(11):1288–1298. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  70. Yamane K, Toumazou C, Tsukada Y, Erdjument-Bromage H, Tempst P, Wong J, et al. JHDM2A, a JmjC-containing H3K9 demethylase, facilitates transcription activation by androgen receptor. Cell. 2006;125(3):483–495. [PubMed] [Google Scholar]
  71. Laible PD, Greenfield SR, Wasielewski MR, Hansen DK, Pearlstein RM. Antenna excited state decay kinetics establish primary electron transfer in reaction centers as heterogeneous. Biochemistry. 1997;36(29):8677–8685. [PubMed] [Google Scholar]
  72. Lee MG, Villa R, Trojer P, Norman J, Yan KP, Reinberg D, et al. Demethylation of H3K27 regulates polycomb recruitment and H2A ubiquitination. Science. 2007;318(5849):447–450. [PubMed] [Google Scholar]
  73. Xiang Y, Zhu Z, Han G, Lin H, Xu L, Chen CD. JMJD3 is a histone H3K27 demethylase. Cell Res. 2007;17(10):850–857. [PubMed] [Google Scholar]
  74. Rose NR, Klose RJ. Understanding the relationship between DNA methylation and histone lysine methylation. Biochem Biophys Acta. 2014;1839(12):1362–1372. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  75. Guan JS, Haggarty SJ, Giacometti E, Dannenberg JH, Joseph N, Gao J, et al. HDAC2 negatively regulates memory formation and synaptic plasticity. Nature. 2009;459(7243):55–60. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  76. Morris MJ, Mahgoub M, Na ES, Pranav H, Monteggia LM. Loss of histone deacetylase 2 improves working memory and accelerates extinction learning. J Neurosci. 2013;33(15):6401–6411. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  77. Kim MS, Akhtar MW, Adachi M, Mahgoub M, Bassel-Duby R, Kavalali ET, et al. An essential role for histone deacetylase 4 in synaptic plasticity and memory formation. J Neurosci. 2012;32(32):10879–10886. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  78. Williams SR, Aldred MA, Der Kaloustian VM, Halal F, Gowans G, McLeod DR, et al. Haploinsufficiency of HDAC4 causes brachydactyly mental retardation syndrome, with brachydactyly type E, developmental delays, and behavioral problems. Am J Hum Genet. 2010;87(2):219–228. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  79. Brockdorff N, Ashworth A, Kay GF, McCabe VM, Norris DP, Cooper PJ, et al. The product of the mouse Xist gene is a 15 kb inactive X-specific transcript containing no conserved ORF and located in the nucleus. Cell. 1992;71(3):515–526. [PubMed] [Google Scholar]
  80. Brown CJ, Hendrich BD, Rupert JL, Lafreniere RG, Xing Y, Lawrence J, et al. The human XIST gene: analysis of a 17 kb inactive X-specific RNA that contains conserved repeats and is highly localized within the nucleus. Cell. 1992;71(3):527–542. [PubMed] [Google Scholar]
  81. Clemson CM, McNeil JA, Willard HF, Lawrence JB. XIST RNA paints the inactive X chromosome at interphase: evidence for a novel RNA involved in nuclear/chromosome structure. J Cell Biol. 1996;132(3):259–275. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  82. Zhao J, Sun BK, Erwin JA, Song JJ, Lee JT. Polycomb proteins targeted by a short repeat RNA to the mouse X chromosome. Science. 2008;322(5902):750–756. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  83. Jeon Y, Lee JT. YY1 tethers Xist RNA to the inactive X nucleation center. Cell. 2011;146(1):119–133. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  84. Tsai MC, Manor O, Wan Y, Mosammaparast N, Wang JK, Lan F, et al. Long noncoding RNA as modular scaffold of histone modification complexes. Science. 2010;329(5992):689–693. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  85. Weick EM, Miska EA. piRNAs: from biogenesis to function. Development. 2014;141(18):3458–3471. [PubMed] [Google Scholar]
  86. Lewis JD, Meehan RR, Henzel WJ, Maurer-Fogy I, Jeppesen P, Klein F, et al. Purification, sequence, and cellular localization of a novel chromosomal protein that binds to methylated DNA. Cell. 1992;69(6):905–914. [PubMed] [Google Scholar]
  87. Hassig CA, Fleischer TC, Billin AN, Schreiber SL, Ayer DE. Histone deacetylase activity is required for full transcriptional repression by mSin3A. Cell. 1997;89(3):341–347. [PubMed] [Google Scholar]
  88. Laherty CD, Yang WM, Sun JM, Davie JR, Seto E, Eisenman RN. Histone deacetylases associated with the mSin3 corepressor mediate mad transcriptional repression. Cell. 1997;89(3):349–356. [PubMed] [Google Scholar]
  89. Nagy L, Kao HY, Chakravarti D, Lin RJ, Hassig CA, Ayer DE, et al. Nuclear receptor repression mediated by a complex containing SMRT, mSin3A, and histone deacetylase. Cell. 1997;89(3):373–380. [PubMed] [Google Scholar]
  90. Nan X, Ng HH, Johnson CA, Laherty CD, Turner BM, Eisenman RN, et al. Transcriptional repression by the methyl-CpG-binding protein MeCP2 involves a histone deacetylase complex. Nature. 1998;393(6683):386–389. [PubMed] [Google Scholar]
  91. Skene PJ, Illingworth RS, Webb S, Kerr AR, James KD, Turner DJ, et al. Neuronal MeCP2 is expressed at near histone-octamer levels and globally alters the chromatin state. Mol Cell. 2010;37(4):457–468. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  92. Samaco RC, Nagarajan RP, Braunschweig D, LaSalle JM. Multiple pathways regulate MeCP2 expression in normal brain development and exhibit defects in autism-spectrum disorders. Hum Mol Genet. 2004;13(6):629–639. [PubMed] [Google Scholar]
  93. Jung BP, Jugloff DG, Zhang G, Logan R, Brown S, Eubanks JH. The expression of methyl CpG binding factor MeCP2 correlates with cellular differentiation in the developing rat brain and in cultured cells. J Neurobiol. 2003;55(1):86–96. [PubMed] [Google Scholar]
  94. Kishi N, Macklis JD. Dissecting MECP2 function in the central nervous system. J Child Neurol. 2005;20(9):753–759. [PubMed] [Google Scholar]
  95. Amir RE, Van den Veyver IB, Wan M, Tran CQ, Francke U, Zoghbi HY. Rett syndrome is caused by mutations in X-linked MECP2, encoding methyl-CpG-binding protein 2. Nat Genet. 1999;23(2):185–188. [PubMed] [Google Scholar]
  96. Schule B, Armstrong DD, Vogel H, Oviedo A, Francke U. Severe congenital encephalopathy caused by MECP2 null mutations in males: central hypoxia and reduced neuronal dendritic structure. Clin Genet. 2008;74(2):116–126. [PubMed] [Google Scholar]
  97. Lyst MJ, Bird A. Rett syndrome: a complex disorder with simple roots. Nat Rev Genet. 2015;16(5):261–275. [PubMed] [Google Scholar]
  98. Chen L, Chen K, Lavery LA, Baker SA, Shaw CA, Li W, et al. MeCP2 binds to non-CG methylated DNA as neurons mature, influencing transcription and the timing of onset for Rett syndrome. Proc Natl Acad Sci USA. 2015;112(17):5509–5514. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  99. Kinde B, Gabel HW, Gilbert CS, Griffith EC, Greenberg ME. Reading the unique DNA methylation landscape of the brain: non-CpG methylation, hydroxymethylation, and MeCP2. Proc Natl Acad Sci USA. 2015;112(22):6800–6806. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  100. Gabel HW, Kinde B, Stroud H, Gilbert CS, Harmin DA, Kastan NR, et al. Disruption of DNA-methylation-dependent long gene repression in Rett syndrome. Nature. 2015;522(7554):89–93. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  101. Tatton-Brown K, Seal S, Ruark E, Harmer J, Ramsay E, Del Vecchio Duarte S, et al. Mutations in the DNA methyltransferase gene DNMT3A cause an overgrowth syndrome with intellectual disability. Nat Genet. 2014;46(4):385–388. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  102. Sanders SJ, He X, Willsey AJ, Ercan-Sencicek AG, Samocha KE, Cicek AE, et al. Insights into autism spectrum disorder genomic architecture and biology from 71 risk loci. Neuron. 2015;87(6):1215–1233. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  103. Fisch GS, Simensen RJ, Schroer RJ. Longitudinal changes in cognitive and adaptive behavior scores in children and adolescents with the fragile X mutation or autism. J Autism Dev Disord. 2002;32(2):107–114. [PubMed] [Google Scholar]
  104. Ashley CT, Sutcliffe JS, Kunst CB, Leiner HA, Eichler EE, Nelson DL, et al. Human and murine FMR-1: alternative splicing and translational initiation downstream of the CGG-repeat. Nat Genet. 1993;4(3):244–251. [PubMed] [Google Scholar]
  105. Ashley CT, Jr, Wilkinson KD, Reines D, Warren ST. FMR1 protein: conserved RNP family domains and selective RNA binding. Science. 1993;262(5133):563–566. [PubMed] [Google Scholar]
  106. Hanson JE, Madison DV. Presynaptic FMR1 genotype influences the degree of synaptic connectivity in a mosaic mouse model of fragile X syndrome. J Neurosci. 2007;27(15):4014–4018. [PubMed] [Google Scholar]
  107. Pieretti M, Zhang FP, Fu YH, Warren ST, Oostra BA, Caskey CT, et al. Absence of expression of the FMR-1 gene in fragile X syndrome. Cell. 1991;66(4):817–822. [PubMed] [Google Scholar]
  108. Verheij C, Bakker CE, de Graaff E, Keulemans J, Willemsen R, Verkerk AJ, et al. Characterization and localization of the FMR-1 gene product associated with fragile X syndrome. Nature. 1993;363(6431):722–724. [PubMed] [Google Scholar]
  109. Coffee B, Zhang F, Warren ST, Reines D. Acetylated histones are associated with FMR1 in normal but not fragile X-syndrome cells. Nat Genet. 1999;22(1):98–101. [PubMed] [Google Scholar]
  110. Coffee B, Zhang F, Ceman S, Warren ST, Reines D. Histone modifications depict an aberrantly heterochromatinized FMR1 gene in fragile x syndrome. Am J Hum Genet. 2002;71(4):923–932. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  111. Fu YH, Kuhl DP, Pizzuti A, Pieretti M, Sutcliffe JS, Richards S, et al. Variation of the CGG repeat at the fragile X site results in genetic instability: resolution of the Sherman paradox. Cell. 1991;67(6):1047–1058. [PubMed] [Google Scholar]
  112. Hagerman RJ, Leehey M, Heinrichs W, Tassone F, Wilson R, Hills J, et al. Intention tremor, parkinsonism, and generalized brain atrophy in male carriers of fragile X. Neurology. 2001;57(1):127–130. [PubMed] [Google Scholar]
  113. Tassone F, Beilina A, Carosi C, Albertosi S, Bagni C, Li L, et al. Elevated FMR1 mRNA in premutation carriers is due to increased transcription. RNA. 2007;13(4):555–562. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  114. Eiges R, Urbach A, Malcov M, Frumkin T, Schwartz T, Amit A, et al. Developmental study of fragile X syndrome using human embryonic stem cells derived from preimplantation genetically diagnosed embryos. Cell Stem Cell. 2007;1(5):568–577. [PubMed] [Google Scholar]
  115. Colak D, Zaninovic N, Cohen MS, Rosenwaks Z, Yang WY, Gerhardt J, et al. Promoter-bound trinucleotide repeat mRNA drives epigenetic silencing in fragile X syndrome. Science. 2014;343(6174):1002–1005. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  116. Rademakers R, Rovelet-Lecrux A. Recent insights into the molecular genetics of dementia. Trends Neurosci. 2009;32(8):451–461. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  117. Palop JJ, Chin J, Mucke L. A network dysfunction perspective on neurodegenerative diseases. Nature. 2006;443(7113):768–773. [PubMed] [Google Scholar]
  118. Putcha D, Brickhouse M, O’Keefe K, Sullivan C, Rentz D, Marshall G, et al. Hippocampal hyperactivation associated with cortical thinning in Alzheimer’s disease signature regions in non-demented elderly adults. J Neurosci. 2011;31(48):17680–17688. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  119. Sperling RA, Dickerson BC, Pihlajamaki M, Vannini P, LaViolette PS, Vitolo OV, et al. Functional alterations in memory networks in early Alzheimer’s disease. Neuromol Med. 2010;12(1):27–43. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  120. Glenner GG, Wong CW. Alzheimer’s disease and Down’s syndrome: sharing of a unique cerebrovascular amyloid fibril protein. Biochem Biophys Res Commun. 1984;122(3):1131–1135. [PubMed] [Google Scholar]
  121. Masters CL, Multhaup G, Simms G, Pottgiesser J, Martins RN, Beyreuther K. Neuronal origin of a cerebral amyloid: neurofibrillary tangles of Alzheimer’s disease contain the same protein as the amyloid of plaque cores and blood vessels. EMBO J. 1985;4(11):2757–2763. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  122. Kang J, Lemaire HG, Unterbeck A, Salbaum JM, Masters CL, Grzeschik KH, et al. The precursor of Alzheimer’s disease amyloid A4 protein resembles a cell-surface receptor. Nature. 1987;325(6106):733–736. [PubMed] [Google Scholar]
  123. Vassar R, Bennett BD, Babu-Khan S, Kahn S, Mendiaz EA, Denis P, et al. Beta-secretase cleavage of Alzheimer’s amyloid precursor protein by the transmembrane aspartic protease BACE. Science. 1999;286(5440):735–741. [PubMed] [Google Scholar]
  124. Esch FS, Keim PS, Beattie EC, Blacher RW, Culwell AR, Oltersdorf T, et al. Cleavage of amyloid beta peptide during constitutive processing of its precursor. Science. 1990;248(4959):1122–1124. [PubMed] [Google Scholar]
  125. Wolfe MS, Xia W, Ostaszewski BL, Diehl TS, Kimberly WT, Selkoe DJ. Two transmembrane aspartates in presenilin-1 required for presenilin endoproteolysis and gamma-secretase activity. Nature. 1999;398(6727):513–517. [PubMed] [Google Scholar]
  126. Vetrivel KS, Zhang YW, Xu H, Thinakaran G. Pathological and physiological functions of presenilins. Mol Neurodegener. 2006;1:4. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  127. Rogaev EI, Sherrington R, Rogaeva EA, Levesque G, Ikeda M, Liang Y, et al. Familial Alzheimer’s disease in kindreds with missense mutations in a gene on chromosome 1 related to the Alzheimer’s disease type 3 gene. Nature. 1995;376(6543):775–778. [PubMed] [Google Scholar]
  128. Sherrington R, Rogaev EI, Liang Y, Rogaeva EA, Levesque G, Ikeda M, et al. Cloning of a gene bearing missense mutations in early-onset familial Alzheimer’s disease. Nature. 1995;375(6534):754–760. [PubMed] [Google Scholar]
  129. Price JL, Morris JC. Tangles and plaques in nondemented aging and “preclinical” Alzheimer’s disease. Ann Neurol. 1999;45(3):358–368. [PubMed] [Google Scholar]
  130. Arriagada PV, Growdon JH, Hedley-Whyte ET, Hyman BT. Neurofibrillary tangles but not senile plaques parallel duration and severity of Alzheimer’s disease. Neurology. 1992;42(3 Pt 1):631–639. [PubMed] [Google Scholar]
  131. Bramblett GT, Goedert M, Jakes R, Merrick SE, Trojanowski JQ, Lee VM. Abnormal tau phosphorylation at Ser396 in Alzheimer’s disease recapitulates development and contributes to reduced microtubule binding. Neuron. 1993;10(6):1089–1099. [PubMed] [Google Scholar]
  132. Cohen TJ, Guo JL, Hurtado DE, Kwong LK, Mills IP, Trojanowski JQ, et al. The acetylation of tau inhibits its function and promotes pathological tau aggregation. Nat Commun. 2011;2:252. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  133. Drechsel DN, Hyman AA, Cobb MH, Kirschner MW. Modulation of the dynamic instability of tubulin assembly by the microtubule-associated protein tau. Mol Biol Cell. 1992;3(10):1141–1154. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  134. Bertram L, Lill CM, Tanzi RE. The genetics of Alzheimer disease: back to the future. Neuron. 2010;68(2):270–281. [PubMed] [Google Scholar]
  135. Morris M, Maeda S, Vossel K, Mucke L. The many faces of tau. Neuron. 2011;70(3):410–426. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  136. Morris M, Hamto P, Adame A, Devidze N, Masliah E, Mucke L. Age-appropriate cognition and subtle dopamine-independent motor deficits in aged tau knockout mice. Neurobiol Aging. 2013;34(6):1523–1529. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  137. Dickstein DL, Brautigam H, Stockton SD, Jr, Schmeidler J, Hof PR. Changes in dendritic complexity and spine morphology in transgenic mice expressing human wild-type tau. Brain Struct Funct. 2010;214(2–3):161–179. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  138. Alldred MJ, Duff KE, Ginsberg SD. Microarray analysis of CA1 pyramidal neurons in a mouse model of tauopathy reveals progressive synaptic dysfunction. Neurobiol Dis. 2012;45(2):751–762. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  139. Polydoro M, Acker CM, Duff K, Castillo PE, Davies P. Age-dependent impairment of cognitive and synaptic function in the htau mouse model of tau pathology. J Neurosci. 2009;29(34):10741–10749. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  140. Tai HC, Wang BY, Serrano-Pozo A, Frosch MP, Spires-Jones TL, Hyman BT. Frequent and symmetric deposition of misfolded tau oligomers within presynaptic and postsynaptic terminals in Alzheimer’s disease. Acta Neuropathol Commun. 2014;2:146. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  141. Wisniewski HM, Wegiel J. Spatial relationships between astrocytes and classical plaque components. Neurobiol Aging. 1991;12(5):593–600. [PubMed] [Google Scholar]
  142. Zhang B, Gaiteri C, Bodea LG, Wang Z, McElwee J, Podtelezhnikov AA, et al. Integrated systems approach identifies genetic nodes and networks in late-onset Alzheimer’s disease. Cell. 2013;153(3):707–720. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  143. Busser J, Geldmacher DS, Herrup K. Ectopic cell cycle proteins predict the sites of neuronal cell death in Alzheimer’s disease brain. J Neurosci. 1998;18(8):2801–2807. [PubMed] [Google Scholar]
  144. D’Angelo MA, Raices M, Panowski SH, Hetzer MW. Age-dependent deterioration of nuclear pore complexes causes a loss of nuclear integrity in postmitotic cells. Cell. 2009;136(2):284–295. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  145. Lin MT, Beal MF. Mitochondrial dysfunction and oxidative stress in neurodegenerative diseases. Nature. 2006;443(7113):787–795. [PubMed] [Google Scholar]
  146. Corder EH, Saunders AM, Strittmatter WJ, Schmechel DE, Gaskell PC, Small GW, et al. Gene dose of apolipoprotein E type 4 allele and the risk of Alzheimer’s disease in late onset families. Science. 1993;261(5123):921–923. [PubMed] [Google Scholar]
  147. Lambert JC, Amouyel P. Genetic heterogeneity of Alzheimer’s disease: complexity and advances. Psychoneuroendocrinology. 2007;32(Suppl 1):S62–S70. [PubMed] [Google Scholar]
  148. Lu T, Aron L, Zullo J, Pan Y, Kim H, Chen Y, et al. REST and stress resistance in ageing and Alzheimer’s disease. Nature. 2014;507(7493):448–454. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  149. Chong JA, Tapia-Ramirez J, Kim S, Toledo-Aral JJ, Zheng Y, Boutros MC, et al. REST: a mammalian silencer protein that restricts sodium channel gene expression to neurons. Cell. 1995;80(6):949–957. [PubMed] [Google Scholar]
  150. Schoenherr CJ, Anderson DJ. The neuron-restrictive silencer factor (NRSF): a coordinate repressor of multiple neuron-specific genes. Science. 1995;267(5202):1360–1363. [PubMed] [Google Scholar]
  151. Roopra A, Qazi R, Schoenike B, Daley TJ, Morrison JF. Localized domains of G9a-mediated histone methylation are required for silencing of neuronal genes. Mol Cell. 2004;14(6):727–738. [PubMed] [Google Scholar]
  152. Ballas N, Grunseich C, Lu DD, Speh JC, Mandel G. REST and its corepressors mediate plasticity of neuronal gene chromatin throughout neurogenesis. Cell. 2005;121(4):645–657. [PubMed] [Google Scholar]
  153. Ooi L, Wood IC. Chromatin crosstalk in development and disease: lessons from REST. Nat Rev Genet. 2007;8(7):544–554. [PubMed] [Google Scholar]
  154. You A, Tong JK, Grozinger CM, Schreiber SL. CoREST is an integral component of the CoREST-human histone deacetylase complex. Proc Natl Acad Sci USA. 2001;98(4):1454–1458. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  155. Lee MG, Wynder C, Cooch N, Shiekhattar R. An essential role for CoREST in nucleosomal histone 3 lysine 4 demethylation. Nature. 2005;437(7057):432–435. [PubMed] [Google Scholar]
  156. Metzger E, Wissmann M, Yin N, Muller JM, Schneider R, Peters AH, et al. LSD1 demethylates repressive histone marks to promote androgen-receptor-dependent transcription. Nature. 2005;437(7057):436–439. [PubMed] [Google Scholar]
  157. Katz DJ, Edwards TM, Reinke V, Kelly WG. A C. elegans LSD1 demethylase contributes to germline immortality by reprogramming epigenetic memory. Cell. 2009;137(2):308–320. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  158. Rudolph T, Yonezawa M, Lein S, Heidrich K, Kubicek S, Schafer C, et al. Heterochromatin formation in Drosophila is initiated through active removal of H3K4 methylation by the LSD1 homolog SU(VAR)3-3. Mol Cell. 2007;26(1):103–115. [PubMed] [Google Scholar]
  159. Di Stefano L, Ji JY, Moon NS, Herr A, Dyson N. Mutation of Drosophila Lsd1 disrupts H3-K4 methylation, resulting in tissue-specific defects during development. Curr Biol. 2007;17(9):808–812. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  160. Szabad J, Reuter G, Schroder MB. The effects of two mutations connected with chromatin functions on female germ-line cells of Drosophila. Mol Gen Genet. 1988;211(1):56–62. [PubMed] [Google Scholar]
  161. Ancelin K, Syx L, Borensztein M, Ranisavljevic N, Vassilev I, Briseno-Roa L, et al. Maternal LSD1/KDM1A is an essential regulator of chromatin and transcription landscapes during zygotic genome activation. Elife. 2016 [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  162. Wasson JA, Simon AK, Myrick DA, Wolf G, Driscoll S, Pfaff SL, et al. Maternally provided LSD1/KDM1A enables the maternal-to-zygotic transition and prevents defects that manifest postnatally. Elife. 2016 [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  163. Whyte WA, Bilodeau S, Orlando DA, Hoke HA, Frampton GM, Foster CT, et al. Enhancer decommissioning by LSD1 during embryonic stem cell differentiation. Nature. 2012;482(7384):221–225. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  164. Kerenyi MA, Shao Z, Hsu YJ, Guo G, Luc S, O’Brien K, et al. Histone demethylase Lsd1 represses hematopoietic stem and progenitor cell signatures during blood cell maturation. Elife. 2013;2:e00633. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  165. Wang J, Scully K, Zhu X, Cai L, Zhang J, Prefontaine GG, et al. Opposing LSD1 complexes function in developmental gene activation and repression programmes. Nature. 2007;446(7138):882–887. [PubMed] [Google Scholar]
  166. Wang J, Hevi S, Kurash JK, Lei H, Gay F, Bajko J, et al. The lysine demethylase LSD1 (KDM1) is required for maintenance of global DNA methylation. Nat Genet. 2009;41(1):125–129. [PubMed] [Google Scholar]
  167. Su ST, Ying HY, Chiu YK, Lin FR, Chen MY, Lin KI. Involvement of histone demethylase LSD1 in Blimp-1-mediated gene repression during plasma cell differentiation. Mol Cell Biol. 2009;29(6):1421–1431. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  168. Saleque S, Kim J, Rooke HM, Orkin SH. Epigenetic regulation of hematopoietic differentiation by Gfi-1 and Gfi-1b is mediated by the cofactors CoREST and LSD1. Mol Cell. 2007;27(4):562–572. [PubMed] [Google Scholar]
  169. Zhu D, Holz S, Metzger E, Pavlovic M, Jandausch A, Jilg C, et al. Lysine-specific demethylase 1 regulates differentiation onset and migration of trophoblast stem cells. Nat Commun. 2014;5:3174. [PubMed] [Google Scholar]
  170. Lyons DB, Allen WE, Goh T, Tsai L, Barnea G, Lomvardas S. An epigenetic trap stabilizes singular olfactory receptor expression. Cell. 2013;154(2):325–336. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  171. Nam HJ, Boo K, Kim D, Han DH, Choe HK, Kim CR, et al. Phosphorylation of LSD1 by PKCalpha is crucial for circadian rhythmicity and phase resetting. Mol Cell. 2014;53(5):791–805. [PubMed] [Google Scholar]
  172. Siklenka K, Erkek S, Godmann M, Lambrot R, McGraw S, Lafleur C, et al. Disruption of histone methylation in developing sperm impairs offspring health transgenerationally. Science. 2015;350(6261):aab2006. [PubMed] [Google Scholar]
  173. Lambrot R, Lafleur C, Kimmins S. The histone demethylase KDM1A is essential for the maintenance and differentiation of spermatogonial stem cells and progenitors. FASEB J. 2015 [PubMed] [Google Scholar]
  174. Duteil D, Metzger E, Willmann D, Karagianni P, Friedrichs N, Greschik H, et al. LSD1 promotes oxidative metabolism of white adipose tissue. Nat Commun. 2014;5:4093. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  175. Myrick DA, Christopher MA, Scott AM, Simon AK, Donlin-Asp PG, Kelly WG, et al. KDM1A/LSD1 regulates the differentiation and maintenance of spermatogonia in mice. PLoS ONE. 2017;12(5):e0177473. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  176. Fuentes P, Canovas J, Berndt FA, Noctor SC, Kukuljan M. CoREST/LSD1 control the development of pyramidal cortical neurons. Cereb Cortex. 2012;22(6):1431–1441. [PubMed] [Google Scholar]
  177. Laurent B, Ruitu L, Murn J, Hempel K, Ferrao R, Xiang Y, et al. A specific LSD1/KDM1A isoform regulates neuronal differentiation through H3K9 demethylation. Mol Cell. 2015;57(6):957–970. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  178. Zibetti C, Adamo A, Binda C, Forneris F, Toffolo E, Verpelli C, et al. Alternative splicing of the histone demethylase LSD1/KDM1 contributes to the modulation of neurite morphogenesis in the mammalian nervous system. J Neurosci. 2010;30(7):2521–2532. [PubMed] [Google Scholar]
  179. Wang J, Telese F, Tan Y, Li W, Jin C, He X, et al. LSD1n is an H4K20 demethylase regulating memory formation via transcriptional elongation control. Nat Neurosci. 2015;18(9):1256–1264. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  180. Pilotto S, Speranzini V, Marabelli C, Rusconi F, Toffolo E, Grillo B, et al. LSD1/KDM1A mutations associated to a newly described form of intellectual disability impair demethylase activity and binding to transcription factors. Hum Mol Genet. 2016;25(12):2578–2587. [PubMed] [Google Scholar]
  181. Christopher MA, Myrick DA, Barwick BG, Engstrom AK, Porter-Stransky KA, Boss JM, et al. LSD1 protects against hippocampal and cortical neurodegeneration. Nat Commun. 2017;8(1):805. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  182. Chen-Plotkin AS, Geser F, Plotkin JB, Clark CM, Kwong LK, Yuan W, et al. Variations in the progranulin gene affect global gene expression in frontotemporal lobar degeneration. Hum Mol Genet. 2008;17(10):1349–1362. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  183. Al-Mahdawi S, Virmouni SA, Pook MA. The emerging role of 5-hydroxymethylcytosine in neurodegenerative diseases. Front Neurosci. 2014;8:397. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  184. Tohgi H, Utsugisawa K, Nagane Y, Yoshimura M, Ukitsu M, Genda Y. The methylation status of cytosines in a tau gene promoter region alters with age to downregulate transcriptional activity in human cerebral cortex. Neurosci Lett. 1999;275(2):89–92. [PubMed] [Google Scholar]
  185. Frost B, Hemberg M, Lewis J, Feany MB. Tau promotes neurodegeneration through global chromatin relaxation. Nat Neurosci. 2014;17(3):357–366. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
Neuroepigenetic mechanisms in desease